4. Fixierung der Objekte

Aus DIFA Wiki
Wechseln zu: Navigation, Suche

Vorbemerkungen

Beläßt man die zu fotografierenen Objekte in der Konservierungsflüssigkeit, üblicherweise in EtOH, haben sich folgende Nachteile gezeigt:

  • bereits geringste Erschütterungen der Arbeitsplattform (z.B. der Herzschlag des Fotografen, der sich mit dem Arm abstützt) übertragen sich auf das Präparat, was sich in Bewegungsunschärfe oder gar geringfügigem Wandern des Objekts in der Flüssigkeit zeigt,
  • durch die Verdunstung des Alkohols entsteht ein Konvektionsstrom, der Verunreinigungen und kleinste Partikel durchs Bild wandern lässt. Diese lassen sich durch die Bildstapel verfolgen und führen zu Schlieren und unschönen Artefakten im verrechneten Bild. Präparate sind fast immer mehr oder weniger mit Schmutzpartikeln behaftet, die sich beim Handling lösen und sich in der Flüssigkeit selbständig machen. Nicht zuletzt auch deshalb empfiehlt es sich, das Medium bei größeren Präparateserien regelmäßig zu wechseln.
  • viele Objekte sind durch die Fixierung relativ hart und unflexibel geworden. Gliedmaßen können bestimmte Ansichten verdecken. Klemmvorrichtungen mit dünnen Glasplatten (Reflexe), teilweises Einbetten in Sand oder Glasgries (Verunreinigungen, unschöne Hintergründe) haben sich nur bedingt bewährt. Soll ein Zerlegen des Präparates vermieden werden, um Details sichtbar zu machen, hat sich die Überführung in zähes, transparentes Gel auf Alkoholbasis bewährt (z.B. rückstandfreies Haargel oder Handwaschgel). Rückstände lassen sich – leider nicht immer leicht – mit Alkohol auswaschen.


Gefäße

  • Blockschälchen (transparent, weiß, schwarz)

Die herkömmlichen Blockschälchen (4 x 4 cm) sind für Objekte in Größen unter etwa 1 cm verwendbar.

2Y6A9549-m1 1500x1150.jpg

  • Petrischalen

Petrischalen kleineren Durchmessers sind – je nach Objektgröße – ebenfalls brauchbar, allerdings ist hier der Bedarf an Fixierungsmedium und Alkohol in der Regel höher.

  • Schnappdeckelgläschen

Für Objekte mit größerer Höhenausdehnung, für die Block- oder Petrischalen zu niedrig sind, oder für Frontalaufnahmen länglicher Motive können Schnappdeckelgläschen passender Größe Verwendung finden. Siehe auch 4. Fixierung der Objekte#Spezielle Aufnahmesituationen

  • Klare Glastiegel (z.B. aus Kosmetikbedarf)

Entsprechend der Größe der Objekte sind auch solche Behälter geeignet.

  • Einfache, klare Schnapsgläser

Für größere Objekte geeignet.

  • Aus zugeschnittenen Glasobjektträgern selbst hergestellte Gefäße

Solche Eigenkonstruktionen bieten sich an, wenn Behälter mit ganz bestimmten Größenverhältnissen benötigt werden. Wichtig: Der verwendete Klebstoff darf nicht alkohollöslich sein.

2Y6A9074-m3.jpg

  • zugeschnittene transparente oder halbtransparente ("milchige") Filmdöschen

Diese Döschen, die früher von einigen Filmherstellerfirmen verwendet wurden, sind bei Biologen vielfach noch als praktische Aufbewahrungsbehälter in Gebrauch. Das semitransparente Material ergibt eine weiche Ausleuchtung, sodass andere Methoden der Lichtstreuung oft entbehrlich werden.

DSC05811.JPG DSC05814.JPG

Objektfixierung durch Gele

Handelsübliches Handdesinfektionsgel auf Alkoholbasis (meist 80-85% Alkohol)

Die meisten handelsüblichen Handwasch- und Handdesinfektionsgele sind vergleichsweise dünnflüssig, für schwach sklerotisierte Arthropoden (z.B. Ephemeroptera und Trichoptera) dennoch derzeit die besten Mittel. Für Präparate, die für die Fotografie schon in günstiger Position (Körperhaltung, Anordnung der Gliedmaßen) vorliegen, sind sie ebenfalls sehr gut geeignet. Je näher der Alkoholanteil an dem der ursprünglichen Konservierungsflüssigkeit liegt (normalerweise 75%), desto unbedenklicher ist ihre Verwendung. Höhere Konzentrationen führen zu Schrumpfungen, geringere zum Quellen des Präparates. Bei sehr empfindlichen weichhäutigen Objekten kann dies, je nach Einwirkdauer, dazu führen, dass anschließend wieder eine Alkoholreihe durchgeführt werden muss, um die ursprüngliche Konzentration im Körpergewebe wieder herzustellen. Dies gilt generell für alle hier beschriebenen Fixierungsmedien.

Gel 2Y6A5323-m1.jpg

Haargel

  • Haargele sind meist etwas zäher in der Konsistenz als Handwaschgele. Wichtig ist, auf die Zusammensetzung der Inhaltsstoffe zu achten. Es muss transparent, auf Wasser-/Alkoholbasis sowie öl- und parfümfrei sein. Je näher der Alkoholgehalt an 75% liegt, desto besser sind die Produkte geeignet. Es liegen zwar noch keine Tests vor, wie sich Zusatzstoffe auf die Konservierung der Präparate auswirken, doch können negative Effekte nicht ausgeschlossen werden, auch wenn die Verweildauer möglichst kurz und ein gründliches Spülen und Reinigen vor der Rückführung in das Sammlungsgefäß durchgeführt werden.

Manchmal bilden sich bei Verwendung von Handwasch- oder Haargelen feine Rückstandsfilme auf den Präparaten die nur schwer zu entfernen sind. Dies geschieht meist dann, wenn die Präparate länger als etwa 30-40 Minuten darin liegen.

Basis-Liquid für E-Zigaretten

  • Diese Liquids gibt es als Mischungen aus pflanzlichem Glycerin (VG), Propylenglycol (PG) und manchmal H2O in unterschiedlichen Mischungsverhältnissen. Die Liquids sind leicht viskos und haben eine ähnliche Konsistenz wie Handdesinfektions- und Handwaschgel, sind aber noch etwas flüssiger als diese, was bei sehr kleinen Objekten ein Nachteil sein kann.
  • Handelsübliche Mischungen aus 80-90%VG und entsprechend 10-20% PG oder 90%VG und 10% H2O.
  • Sie sind glasklar.
  • Die Liquids lassen sich mit Ethanol und ein wenig Mühe vom Präparat entfernen, am besten unter dem Binokular und in der Konservierungsflüssigkeit mit einer Pipette abspülen.

Fazit: die Basis-Liquids sind nur bedingt geeignet.

Gel auf Wasserbasis

  • Für stärker sklerotisierte Arthropoden eignen sich auch Gele auf Wasserbasis. Man kann aus Agarose (Laborbedarf) und destilliertem Wasser leicht selbst Gele mit unterschiedlicher Viskosität herstellen. Dies mag ein Vorteil gegenüber Handwasch- oder Haargel sowie Basis-Liquid sein.
  • Mit normalem Leitungswasser hergestelltes Agarose-Gel ist manchmal leicht trüb.
  • Im Experiment hat sich eine 0,15-0,19%ige Agaroselösung bewährt (in den Versuchen war eine 0,15% Lösung der Standard). Sie ist zähflüssig genug, um auch vergleichsweise starre Präparate in jeder gewünschten Position zu fixieren. Oberflächenunebenheiten können mit einer etwa 0,09%igen Agarose-Lösung ausgeglichen werden.
  • Versuche mit handelsüblichem Agar und Pektin führten zu keinem befriedigenden Ergebnis, da beide Produkte nicht klar, sondern gelb- bzw. braunstichig werden.
  • Agarose-Gel ließ sich mit Ethanol rückstandsfrei entfernen – selbst wenn die Präparate 24 Stunden darin lagen.
  • Im Kühlschrank aufbewahrtes Agarose-Gel behält etwa 2-3 Monate seine Eigenschaften.
  • Erfolgreiche Versuche wurden durchgeführt mit Dipteren, Arachniden und Hymenopteren.

Zur Beachtung

Staub und andere Partikel

• Auf allen Gelen lagert sich bei der Fotografie oder Mikroskopie schnell Staub ab, der sich störend bemerkbar machen kann. Lange Latex- oder Gummihandschuhe, die man ggf. bis über die Ärmel von Kleidungsstücken zieht, sind sehr zu empfehlen.

• Bei Agarose-Gelen kann es manchmal zu nicht vollständig gelösten Agaroseklumpen kommen. Diese lassen sich leicht mit einer feinen Nadel zur Seite schieben. Es empfiehlt sich generell, die zu fotografierenden Präparate unter dem Binokular auszurichten. Dabei sind störende Fremdkörper leicht zu erkennen und zu beseitigen.

• Oft gibt es an den zu fotografierenden Objekten noch Schmutzanhaftungen, selbst wenn sie schon längere Zeit in Ethanol konserviert sind. Diese lösen sich beim Hantieren im Gel und treten als Schwebeteilchen in der Fixierflüssigkeit auf. Es bietet sich daher an, die zu fotografierenden Arthropoden zuvor im Ethanol mit einer Pipette vorsichtig zu spülen und unter dem Binokular anschließend auf weitere Schmutzpartikel zu überprüfen. Dennoch wird empfohlen, bei größeren Präparateserien das Gel regelmäßig zu wechseln, da sich solche Partikel darin schnell anreichern können.

• Agarose-Gele sollten nicht zu lange außerhalb des Kühlschrankes aufbewahrt werden. Bei Zimmertemperatur lassen die transparenten Eigenschaften nach etwa zwei Stunden etwas nach und es bilden sich manchmal kleine Luftbläschen. Sobald das Gel wieder gekühlt wird, verschwinden diese negativen Effekte wieder.

Spezielle Aufnahmesituationen

Frontalaufnahmen

Um die Frontalansicht – etwa einer Spinne – aufzunehmen, ist die Platzierung in einem Gel meist nicht ausreichend: Da das Tier von oben fotografiert wird, wird es aufgrund der Gewichtsverteilung zur Seite kippen, wenn es nicht zusätzlich gestützt wird. Überdies wäre bei einer Kopf-nach-oben-Position eine wesentlich größere Menge an Gel nötig gewesen als für Dorsal- und Ventralansichten. Wir gingen deshalb folgendermaßen vor: Das Objekt – hier eine Springspinne (Salticidae) – wurde ohne Gel in einem alkoholgefüllten Kunststoffröhrchen platziert, das einen nur geringfügig größeren Durchmesser hatte als die Spinne selbst. Damit sie nicht bis zum Boden absank, wurde ein zickzackartig gefaltetes Stück Papier in den Behälter gelegt. Dieses hatte gerade die nötige Länge, damit sich die Frontalpartie des Motivs mit Alkohol abdecken ließ. Bei dieser Methode muß für jedes Tier ein Unterlegpapier von passender Länge geschnitten werden. Eine Alternative wäre es, Röhrchen in verschiedenen Längen bereitzuhalten.

Wir verwendeten ein spitz zulaufendes Eppendorf-Gefäß ohne Verschlußdeckel, das in ein zylindrisches Standröhrchen gesteckt wurde. Im Eppendorf-Gefäß auf dem Bild unten ist die Papiereinlage erkennbar. Die Faltung des Papiers zusammen mit der Verjüngung des Gefäßes erleichtert es, den Hinterleib des Motivs verrutschungsfrei zu platzieren. Insgesamt ist diese Manipulation allerdings oft zeitintensiv, weil sie meistens verschiedene Versuche mit Gefäßgrößen und Papierlängen sowie mehrere Anläufe für die Objektplatzierung erfordert.


2Y6A9560-m2 1000.jpg


Solche Fotos müssen in der Regel nachbearbeitet werden, um die Gefäßwände und andere Umgebungsstrukturen zu entfernen bzw. abzuschwächen.

2017-08-16-16.40.26 ZS PMax-m3 1500x1000.jpg